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Anatomia Vegetal na Escola
Preparo de lâminas temporárias
As lâminas permanentes que vocês receberam no estojo estão prontas para o uso. São lâminas de material fixado, ou seja, morto e preservado. Além disso, para a confecção dessas lâminas a amostra foi desbotada e depois artificialmente corada com Safranina O (corante vermelho) e Fast Green (corante que varia de verde a azul, conforme o material vegetal). Dentre os procedimentos para o preparo de lâminas permanentes, se utilizam reagentes como o xilol, que causam deformidades em maior ou menor grau na amostra. Dependendo da amostra e dos propósitos da demonstração prática, é interessante o emprego de material fresco. Assim, o corte irá manter mais integridade e a coloração natural das estruturas. Além disso, torna-se possível a realização de outros tipos de coloração. No nosso caso, vamos utilizar o Azul de Toluidina em pH4,0, para coloração em geral. No caso específico de detecção de amido, empregaremos o Lugol (ou iodo polividona), o que será abordado na prática "Visualização de grãos de amido de feijão".
Lâminas de cortes não corados
Caso o interesse seja visualizar o corte sem coloração, os cortes contidos na placa de Petri já estão prontos. Então, já podemos montar as lâminas.
Para este fim, você vai precisar de (Fig. 1):
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Os cortes recém obtidos, na placa de Petri;
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Um pincel escolar;
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Papel toalha;
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Lâmina histológica limpa;
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Lamínula histológica limpa quadrada (22x22; 23x23 ou 24x24).
Com o auxílio do pincel, escolha os melhores cortes na placa de Petri (Fig. 2). Caso tenham sido obtidos com o "sanduíche" de isopor, separe os melhores cortes das fatias de isopor. Coloque um ou dois cortes sobre o centro da lâmina histológica, tomando o cuidado para que os cortes não se sobreponham. Coloque mais umas duas gotas de água sobre os cortes com o auxílio do pincel (Fig. 3).
Cubra os cortes lentamente com a lamínula, tomando o devido cuidado para não se formarem bolhas. Uma dica é posicionar a lamínula 45º em relação à lâmina, fazendo com que a água se espalhe sob a lamínula, e daí vai abaixando lentamente (Fig. 4). Remova o excesso de água encostando o papel toalha do lado da lâmina e lamínula (Fig. 5).
Caso a parte inferior da lâmina esteja molhada, seque-a com o papel toalha, para evitar que ela grude na platina do microscópio, prejudicando a sua movimentação. Sua lâmina já está pronta (Fig. 6)! Observe ao microscópio, conforme descrito na página "Observação ao microscópio".
Coloração de cortes e montagem de lâminas
Caso se opte em aumentar o contraste geral ou de alguma substância específica, então deve-se proceder à coloração. Abordaremos aqui a coloração com Azul de Toluidina 0,05% em tampão McIlvaine pH4,0.
Trata-se de um excelente corante, relativamente barato, que traz resultados muito estéticos pela variação de cores, do azul ao verde e ao vermelho arroxeado. Essa variação se deve às características químicas da amostra, e na pesquisa é de grande importância por permitir inferir a natureza química das estruturas nas células e nos tecidos corados.
Para este fim, você vai precisar de (Fig. 7):
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Um vidro de relógio, um pires ou mesmo uma colher;
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Um pincel escolar;
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Papel toalha;
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Corante Azul de Toluidina 0,05% em Tampão McIlvaine pH4,0;
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Os cortes recém-obtidos, na placa de Petri;
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Lâmina histológica limpa;
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Lamínula histológica limpa quadrada (22x22; 23x23 ou 24x24).
Nesta demonstração, os cortes ilustrados são do pecíolo do falso boldo (Plectranthus ornatus), que utilizaremos na atividade "Visualização de tricomas". Com o auxílio do pincel, escolha os melhores cortes na placa de Petri (Fig. 8). Caso tenham sido obtidos com o "sanduíche" de isopor, separe os melhores cortes das fatias de isopor.
Pegue os cortes com o pincel (Fig. 8) e coloque no vidro de relógio (Fig. 9), de tal forma que venha o mínimo de água, mas que os cortes não sequem (Fig. 10) . Caso seja necessário, remova com o papel toalha o excesso de água que veio junto com os cortes, tomando o devido cuidado para não absorver os cortes junto e também para não deixar secar os cortes. Os cortes devem ser mantidos sempre hidratados, ou seja, não podem secar. Junte os cortes na parte central do vidro de relógio e pingue de 3 a 5 gotas do Azul de Toluidina (Fig. 11).
Espere de 5 a 10 minutos para o corante agir satisfatoriamente. Coloque os cortes de volta na placa de Petri com água, por 1 a 2 minutos, para remover o excesso de corante.
Monte as lâminas (Figs. 14 e 15) conforme descrito acima (Figs. 1 a 6). Seque embaixo da lâmina, caso esteja molhada; e observe ao microscópio, conforme descrito na página "Observação ao microscópio".
Atenção!
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O Azul de Toluidina, por ser feito em solução tampão, deve ser guardado em geladeira. Mesmo com esse cuidado, podem aparecer fungos crescendo na solução corante. Para esse método de montagem de lâminas e sua destinação em aula, o fungo geralmente não atrapalha significativamente. Porém, caso se multiplique de forma exagerada, é necessário filtrar o corante e lavar o frasco antes de enchê-lo novamente com o corante.
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Caso a água entre a lâmina e lamínula comece a secar, coloque uma gota d'água com o pincel, no bordo da lamínula. Esta gota entrará debaixo da lamínula, por capilaridade.
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